Optogenetic silencing tools for precise, all-optical analysis of synaptic circuits
Participants:
1) Peter Soba (PI; University of Hamburg), coworker:
2) Simon Wiegert (PI; University of Hamburg), coworker:
3) Ofer Yizhar (Weizman Institute, Israel), coworker: Jonas Wietek
Abstract:
Optogenetic manipulation of neural activity has become an indispensable strategy to interrogate synaptic plasticity, neuronal circuit function and the role of defined brain regions in animal behavior. In parallel to optogenetic activators, neuronal silencing tools are coming of age and significant progress has been made in recent years. For example, the development and identification of potent engineered and natural anion conducting Channelrhodopsins (ACRs) have opened new avenues for efficient optogenetic silencing in vivo. However, significant limitations remain for silencing neurons over extended periods and for inhibiting synaptic transmission. Unlike optogenetic activation, reliable suppression of neuronal activity generally requires continuous illumination throughout the entire silencing period, which limits simultaneous imaging of neuronal activity with optical indicators, disturbs animal behavior by visual interference and at high intensities can be cytotoxic. Moreover, recent work has shown that ACRs are not suitable for optogenetic silencing of synaptic terminals.
To address the first limitation, we will build on our ACRs engineered during the first funding period and develop enhanced bistable ACRs that are 1) activated with a short light pulse, 2) remain active in absence of light for minutes and 3) can be inactivated with high temporal precision at a defined time point. We will further target them to different subcellular compartments in order to allow circuit-specific as well as sub-cellular manipulation of neuronal activity.
Regarding the second limitation, there is an urgent need to develop tools that can specifically suppress synaptic transmission in a desired target area without inhibiting neuronal activity per se. As ACRs are not suitable for this approach, we will take advantage of the high potency of Gi/o-protein coupled receptors (GPCRs) to inhibit synaptic release. We will explore suitable natural light-sensitive rhodopsins and generate chimeric optically activated GPCRs (opto-GPCRs) to identify variants coupling specifically to Gi/o. This approach will allow identifying an opto-GPCR suitable for sustained and repeated activation over time and holds promise as a potent optogenetic tool for synaptic silencing.
We will characterize our newly generated tools in mammalian and invertebrate model systems in vivo to verify their universal applicability. Lastly, we will address novel questions in these systems by applying our tools to test specific circuit functions in the Drosophila nociceptive network, hippocampal slice cultures and the mouse thalamocortical system.
Optogenetische Ansätze zur Manipulation neuronaler Aktivität sind inzwischen essentieller Bestandteil neurowissenschaftlicher Forschung. Sie ermöglichen es synaptische Plastizität, Netzwerkfunktion und die Rolle von definierten Gehirnregionen bei Verhalten zu untersuchen. Neben optogenetischen Aktivatoren sind auch inhibitorische Werkzeuge in den letzten Jahren konsequent weiterentwickelt worden. Die Entwicklung künstlicher und natürlicher licht-sensitiver Anionenkanäle (ACRs) ermöglicht neue Ansätze zur neuronalen Inhibition in vivo. Allerdings ist 1.) langanhaltende Inhibition neuronaler Aktivität und 2.) spezifische Inhibition von synaptischer Transmission noch immer stark limitiert. Im Gegensatz zu opotogenetischer Aktivierung benötigt eine anhaltende Inhibition kontinuierliche Beleuchtung, welche die gleichzeitige optische Visualisierung von neuronaler Aktivität erschwert. Außerdem kann sie das visuelle Verhalten des Tieres beeinflussen, und bei hoher Intensität auch phototoxisch sein. Zudem haben neueste Erkenntnisse gezeigt, dass ACRs nicht für optogenetische Inhibition von synaptischer Transmission geeignet sind.
Basierend auf unseren ACRs, welche wir in der ersten Förderperiode entwickeltet haben, werden wir verbesserte bistabile Varianten mit folgenden Eigenschaften generieren. Sie sind 1) mit einem kurzen Lichtpuls aktivierbar, 2) anschließend in Abwesenheit von Licht mehrere Minuten aktiv, und 3) durch einen kurzen Lichtpuls mit hoher zeitlicher Präzision wieder inaktivierbar. Wir werden die neuen Varianten zudem in spezifische subzellulare Kompartimente dirigieren, um Netzwerk-spezifische und subzelluläre Manipulation neuronaler Aktivität zu erreichen.
Bezüglich der zweiten Limitation gibt es dringenden Bedarf für ein optogenetisches Werkzeug, welches lokal synaptische Transmission inhibieren kann, ohne dabei generelle neuronale Aktivität zu beinträchtigen. Da ACRs dafür nicht geeignet sind, werden wir uns das hohe Potenzial von Gi/o- Protein gekoppelten Rezeptoren (GPCRs) zu Nutze machen, um synaptische Transmission zu inhibieren. Wir werden natürliche, licht-abhängige Rhodopsine und chimäre Varianten (opto-GPCRs) untersuchen, um geeignete, spezifisch Gi/o-gekoppelte Rezeptoren zu identifizieren. Dieser vielversprechende Ansatz sollte es uns erlauben, einen effizienten opto-GPCR für synaptische Inhibition zu generieren, welcher beliebig oft und über lange Zeiträume aktiviert werden kann.
Zuletzt werden unsere neu entwickelten optogenetischen Werkzeuge sowohl im Säuger- als auch im Invertebraten-System in vivo geprüft, um deren Funktion und universelle Anwendbarkeit zu validieren. Dabei werden wir neue Fragestellungen in diesen Systemen adressieren, indem wir mit unseren optogenetischen Werkzeugen Netzwerkfunktion im nozizeptiven System von Drosophila, in hippocampalen Schnittkulturen und im thalamokortikalen System der Maus analysieren.
Publications Soba:
Soba P*, Han C, Zheng Y, Perea D, Miguel-Aliaga I, Jan LY, Jan YN*. (2015)The Ret receptor regulates sensory neuron dendrite growth and integrin mediated adhesion. Elife 2015 Mar 12;4;e05491 (*co-corresponding author)
Jiang N, Soba P, Parker E, Kim CC, Parrish JZ (2014) The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development 141:2657-2668
Han C, Wang, D, Soba P, Zhu S, Jan LY, Jan YN (2012) Integrins are Essential for Repulsion-mediated Dendritic Spreading of Drosophila Sensory Neurons by Restricting Dendrites in a Two-dimensional Space. Neuron 73:64-78.
Soba P*, Zhu S*, Emoto K, Younger S, Yang SJ, Yu HH, Lee T, Jan LY, Jan YN (2007) Drosophila sensory neurons require Dscam for dendritic self-avoidance and proper dendritic field organization. Neuron 54:403-16 (*equal contribution)
Soba P*, Eggert S., Wagner K., Zentgraf H, Siehl K, Kreger S, Loewer A, Langer A, Merdes G, Paro R, Masters CL, Muller U, Kins S, Beyreuther K (2005) Homo- and heterodimerization of APP family members promotes intercellular adhesion. Embo J 24:3624-34 (*corresponding author)
Publications Wiegert:
Wiegert, J.S., and Oertner, T.G. (2016). How (not) to silence long-range projections with light. Nat Neurosci (in press).
Wietek, J., Beltramo, R., Scanziani, M., Hegemann, P., Oertner, T.G., Wiegert, J.S. (2015). An improved chloride-conducting channelrhodopsin for light-induced inhibition of neuronal activity in vivo. Sci Rep 5:14807
Wietek, J.*, Wiegert, J.S.*, Adeishvili, N., Schneider, F., Watanabe, H., Tsunoda, S., Vogt, A., Elstner, M., Oertner, T.G., Hegemann, P. (2014). Conversion of Channelrhodopsin into a light-gated chloride channel. Science 344 (6182): 409-412, *first 2 authors equally contributing
Wiegert, J.S. and Oertner , T. G. (2013). Long-term depression selectively eliminates weakly integrated synapses. Proc Natl Acad Sci USA 110(47), E4510-E4519.
Huber, D., Gutnisky, D.A., Peron, S., O'Connor, D.H., Wiegert, J.S., Tian, L., Oertner, T.G., Looger, L.L., and Svoboda, K. (2012). Multiple dynamic representations in the motor cortex during sensorimotor learning. Nature 484, 473-478.